Abstract
sfondo
sigillanti di superficie sono stati utilizzati con successo nella prevenzione di usura dei denti erosiva. Tuttavia, quando più superfici dentali devono essere sigillati, la procedura di fotopolimerizzazione è molto tempo. Pertanto, lo scopo di questo studio era di valutare se ridurre i tempi di fotopolimerizzazione (mantenendo simile densità di energia) ha un'influenza sulla base di resine superficie sigillante citotossicità
Metodi
dischi dentina bovina sono stati trattati come segue:. Gruppo 1: non trattato, gruppi di 2-5: Seal & amp; proteggere e gruppi 6-9: sigillante sperimentale. Gruppi 2 e 6 erano fotopolimerizzabile (dispositivo di fotopolimerizzazione VALO LED) per 40 s (1000 mW /cm
2), i gruppi 3 e 7 per 10 s (1000 mW /cm 2), gruppi di 4 e 8 per 7 s (1400 mW /cm 2) e gruppi di 5 e 9 per 3 s (3200 mW /cm 2). Successivamente, i materiali sono stati estratti in terreno di coltura per 24 h, e rilasciati lattato deidrogenasi (LDH) come misura della citotossicità è stata determinata fotometricamente dopo cellule (cellule polpa dentale e fibroblasti gengivali) sono stati esposti agli estratti per 24 h. Tre esperimenti indipendenti, sia per la preparazione del campione e il test di citotossicità, sono stati eseguiti.
Risultati
Nel complesso, la citotossicità più basso è stato osservato per il gruppo di controllo non sigillata. è stata osservata alcuna significativa influenza delle impostazioni fotopolimerizzabili sulla citotossicità (p = 0,537 e 0,838 per le cellule della polpa e fibroblasti gengivali, rispettivamente). Nessuna differenza significativa nella citotossicità delle due sigillanti è stata osservata dopo fotopolimerizzazione con le stesse impostazioni fotopolimerizzabili (gruppo 2 vs 6, 3 contro 7, 4 vs 8 e 5 vs 9: p & gt; 0,05, rispettivamente,
). Conclusioni
Accorciare il tempo fotopolimerizzabile, pur mantenendo la densità di energia costante, determinato non superiore citotossicità dei sigillanti indagati.
Parole
tempo dentina superficie sigillante espozione resina citotossicità Florian J Wegehaupt , Tobias T Tauböck, Thomas Attin e Georgios N Belibasakis contribuito in maniera uguale a questo lavoro
materiale supplementare elettronica
La versione online di questo articolo. (doi:. 10 1186 /1472-6831-14-48) contiene materiale supplementare, che è disponibile per gli utenti autorizzati.
Sfondo
perdita di tessuto dentale erosiva duro o ammorbidimento può essere prevenuta con applicazione topica di vari composti chimici (per esempio, fluoruro amminico [1] e fluoruro di sodio [2]). Questo rammollimento o la perdita di tessuti duri dentali potrebbero essere prevenute ostacolando il contatto dell'erosione causando acidi con i tessuti duri dentali mediante una barriera meccanica. Brunton et al. [3] ha suggerito un rivestimento di dentina esposta erosiva con dentina collante a base di resine per impedire ulteriore usura. Recenti studi hanno dimostrato un buon effetto protettivo di un tale rivestimento contro erosiva erosiva /usura abrasiva sotto sia in vivo Comprare e in-vitro condizioni
[4-7].
Tuttavia, il sigillante (Seal & amp , proteggere, DENTSPLY DeTrey, Costanza, Germania) utilizzati in questi studi deve essere fotopolimerizzabile per almeno due volte per 10 s per superficie del dente, quando si usano le impostazioni del dispositivo comune di polimerizzazione (cm intensità circa 1000 mW /2 uscite ). Quando più superfici dentali devono essere sigillati, la procedura fotopolimerizzazione diventa molto tempo. In un recente studio, sigillanti sono stati fotopolimerizzato con una durata inferiore, mentre l'intensità della luce è stata aumentata simultaneamente [8]. In questo studio, nessuna differenza significativa nella effetto protettivo contro la demineralizzazione erosiva e nella stabilità meccanica è stata osservata, quando i sigillanti di superficie sono stati veloci della luce-curata. Compra di altri materiali dentali a base di resina (adesivi, compositi e cementi) una durata più breve fotopolimerizzabile solito si traduce in un minor grado di conversione [9-11], inferiori proprietà meccaniche [12] e una maggiore citotossicità [13, 14]. Con lo sviluppo di una maggiore intensità fotopolimerizzatori, si potrebbe prendere in considerazione la compensazione per i gradi più bassi di conversione a causa di brevi durate fotopolimerizzabili aumentando l'intensità della luce-indurimento. Tuttavia, ci sono studi [15, 16] dimostrano che un massiccio aumento dell'intensità fotopolimerizzabile può avere un effetto negativo sul grado di conversione, con una maggiore intensità luminosa conseguente minor grado di conversione. Accanto a proprietà meccaniche più poveri [12, 17], un minor grado di conversione (maggiore quantità di residuo monomeri non polimerizzato) è anche associato ad una maggiore citotossicità di materiali a base di resina [18-20].
Ad oggi, nessuno studio è stato pubblicato che esamina l'uso di una maggiore intensità luminosa per compensare gli effetti collaterali negativi (aumento citotossicità) di durata fotopolimerizzabile abbreviata di sigillanti. Se questo accorciamento è possibile senza effetti negativi (questo significa maggiore citotossicità), questo potrebbe ridurre il tempo impiegato nella procedura, se la tenuta viene applicato in tutta dentatura o numerosi denti.
Perciò, lo scopo di questo studio era indagare se abbreviare la durata fotopolimerizzazione (mantenendo simile densità di energia, aumentando allo stesso tempo l'intensità della luce-indurimento) avrebbe un influenza sulla citotossicità di due sigillanti testati.
l'ipotesi di questo studio è che (1) accorciamento il fotopolimerizzabile tempo, aumentando nel contempo i risultati intensità della luce in una maggiore citotossicità dei sigillanti superficie e (2) che il tipo di sigillante ha un'influenza sulla citotossicità
. Metodi
campione preparazione
Per questo studio, 126 dischi dentina bovina, sono stati preparati da bovini più bassi incisivi radici. I denti bovini sono stati raccolti come anonimo sottoprodotti della macellazione regolare del bestiame. Macellazione stata eseguita per fornire il bestiame come alimento per il consumo umano. Pertanto, è stata necessaria alcuna approvazione etica. I campioni sono stati estratti con una fresa cava (diametro interno della punta: 5 mm) dalla superficie distale e mesiale di ogni radice. I nuclei di perforazione vengono macinati fino ad uno spessore di 1 mm con carta abrasiva (800, 1000, 1200, 2400, 4000 e graniglia; prova dell'acqua Silicon Carbide Paper, Streuers, Erkrat, Germany). Dopo la macinazione, i campioni sono stati controllati con uno stereomicroscopio a 40 × ingrandimento per assicurare la rimozione completa cemento. Dopo la preparazione, i dischi erano dentina gamma sterilizzati (12 kGy, 4 h, Paul Scherrer Institut, Villigen, Svizzera) mentre conservato in acqua e più avanti conservati in acqua di rubinetto fino a quando non sono stati utilizzati nello studio. Le 126 dischi della dentina sono stati assegnati in modo casuale a nove gruppi (1-9, n = 14).
Tenuta procedura
I sigillanti di superficie, la loro composizione, i loro numeri di lotto ed i produttori sono riportati nella tabella 1 1.Table Composizione dei sigillanti utilizzati superficie (informazioni del produttore)
prodotto
Composizione
Seal & amp; Protect (DENTSPLY DeTrey, Costanza, Germania) lotto: 1.203.000,305 mila
di - e resine trimetacrilato, PENTA (dipentaeritritolo penta acrilato monofosfato), funzionalizzati silice amorfa, fotoiniziatori, Butilidrossitoluene, Fluoridrato cetylamine, triclosan, acetone
K-0184 (DENTSPLY DeTrey, Costanza, Germania) lotto: LAN-18-153-1
di- e trimetacrilato resine; PENTA (dipentaerythritol penta acrilato monofosfato), funzionalizzati silice amorfa, fotoiniziatori, butilidrossitoluolo, fluoridrato cetylamine, acetone
I dischi della dentina del gruppo 1 sono stati lasciati non trattati e servito come il controllo non trattato. I dischi della dentina dei gruppi di 2 - 5 sono stati trattati con Seal & amp; Protect (DENTSPLY DeTrey, Costanza, Germania), mentre i dischi dentina in gruppi di 6 - 9 sono stati trattati con K-0184 (sigillante sperimentale; DENTSPLY DeTrey). I rispettivi sigillanti (una goccia per applicazione) sono stati applicati sulla superficie del disco dentina e lasciati indisturbati per 20 s. Dopo 20 s, il solvente residuo è stato rimosso con una siringa ad aria, e il sigillante era fotopolimerizzabile. Un secondo strato di sigillante è stato applicato, il solvente evaporato con una siringa ad aria e fotopolimerizzare nuovo. Fotopolimerizzazione è stata effettuata con il dispositivo VALO fotopolimerizzabile LED (Ultradent Products, South Jordan, Stati Uniti d'America). Nei gruppi 2 e 6 fotopolimerizzazione è stato eseguito in modalità standard (1000 mW /cm 2) per 40 s (= 40 J /cm 2), in gruppi 3 e 7 in modalità standard (1000 mW /cm 2) per 10 s (= 10 J /cm 2), in gruppi di 4 e 8 in modalità alta potenza (1400 mW /cm 2) per 7 s (= 9.8 J /cm < sup> 2), in gruppi di 5 e 9 in modalità di emulazione al plasma (3200 mW /cm 2) per 3 s (= 9,6 J /cm 2). L'unità fotopolimerizzabile è stata verificata la coerenza prima di curare con un radiometro (Optilux Radiometer, SDS Kerr; Orange, CA, USA). Tenendo i campioni con una pinza e di riposo la finestra di output luce sulle pinze garantiva una distanza costante tra la punta fotopolimerizzazione e campioni di superficie di 0,5 cm [8]. Dopo la polimerizzazione finale, lo strato (superficie morbida) ossigeno inibito è stato rimosso con un batuffolo di cotone.
Preparazione di estratti
I 14 campioni per gruppo sono stati trasferiti in un pozzetto (22.1 mm di diametro) di una cella di ben 12 piastra di coltura (SPL life Sciences Inc., Gyeonggi-do, Corea del Sud). Durante il trasferimento dei dischi dentina nei pozzetti, cura è stata che i dischi sono stati collocati con il lato sigillato fino nel pozzo. I dischi della dentina sono stati coperti con terreno di coltura 3 ml di cellule, costituito da medio /F12 DMEM, supplementato con 1% di penicillina /streptomicina, 1% L-glutammina, 50 ng /fungizone ml e il 10% di siero fetale bovino inattivato al calore (tutti dal Sigma-Aldrich, Buchs, Svizzera). Sono stati successivamente incubati al buio per 24 ore a 37 ° C e 5% CO 2 [21]. Così, gli estratti dei dischi dentina sono stati preparati con un rapporto di 91,6 mm 2 superficie del campione per mezzo di coltura cellulare millilitro seguendo le raccomandazioni ISO [21].
Colture cellulari umane
cellule polpa dentale da denti permanenti e fibroblasti gengivali sono stati ottenuti secondo le procedure precedentemente descritte e requisiti etici [22, 23]. I fibroblasti gengivali sono stati forniti dal Dr. Anders Johansson, Istituto di Odontoiatria, Università di Umeå, Svezia (studi sull'uomo Comitato Etico della Università di Umeå, Svezia - punto 68/03, DNR 03-029). La raccolta di cellule polpa dentale si attiene linee guida del Comitato Etico del Canton Zurigo, in Svizzera, per la raccolta di materiale per scopi di ricerca ottenuti da campioni scartati e irreversibilmente anonimi di origine umana. Per le sperimentazioni nel presente studio, le cellule sono state coltivate in terreno DMEM /F12, addizionato con 1% di penicillina /streptomicina, 1% L-glutammina, 50 ng /fungizone ml e il 10% di siero fetale bovino inattivato al calore (tutti da Sigma -Aldrich, Buchs, Svizzera). Per le sperimentazioni, sono stati usati colture cellulari tra il terzo e il quinto passaggi. cellule polpa dentale sono state seminate ad una densità di 2 × 10 5 cellule per pozzetto, mentre fibroblasti gengivali sono state seminate ad una densità di 1,2 × 10 5 cellule per pozzetto (quattro culture replicate per gruppo diluizione estratto) di un piastra a 96 pozzetti e incubate per 24 ore a 37 ° C per consentire l'adesione delle cellule sul fondo del pozzo, raggiungendo 100% di confluenza. Successivamente, sono stati aggiunti 200 microlitri per pozzetto di estratti di colture cellulari, e lasciati incubare per 24 ore, al fine di indagare citotossicità.
Saggio di citotossicità
I potenziali effetti citotossici di diversi gruppi di trattamento su cellule polpa dentale e colture di fibroblasti gengivali sono stati valutati mediante misurazione del lattato deidrogenasi citosolica extracellulare rilasciato (LDH), utilizzando il CytoTox96 ® non radioattivo citotossicità Assay (Promega Dübendorf, Svizzera). Dopo l'esposizione 24 h di colture cellulari agli estratti materiali, i sovranatanti di coltura cellulare sono stati raccolti, mentre le cellule aderenti sono state lisate da tre cicli ripetuti di congelamento-scongelamento, in 200 ml di mezzo di coltura. Entrambi i supernatanti cellulari e lisati sono stati centrifugati a 1000 rpm per 5 minuti per rimuovere i detriti cellulari, e successivamente diluito 1:10 e trasferiti in una piastra a 96 pozzetti otticamente trasparente, seguita da aggiunta di soluzione di reazione ed incubate per 30 min in buio. La reazione è stata quindi interrotta e l'assorbanza è stata misurata a 490 nm in un lettore per micropiastre Epoch (Biotek, Lucerna, Svizzera), sottraendo i valori di fondo corrispondenti da tutti i campioni. I risultati di citotossicità sono espressi come percentuale di attività LDH extracellulare rilasciato, calcolata contro l'attività LDH totale (extracellulare intracellulare +). Questa percentuale corrisponde alla quantità relativa di cellule morte tra i totali cellule in coltura. Tre esperimenti indipendenti sono stati eseguiti (sia la preparazione del campione e il test di citotossicità).
Analisi statistica
Per ciascuno dei tre esperimenti indipendenti, la percentuale media di LDH rilasciata di quattro repliche biologiche per gruppo è stato calcolato e successivamente utilizzato come valori per il rispettivo gruppo rispettivo esperimento. Per l'analisi statistica la percentuale media dei rispettivi valori (media delle quattro repliche biologiche per esperimento) dei tre esperimenti è stata calcolata.
L'analisi statistica è stata eseguita utilizzando il programma software IBM ® SPSS ® Statistics versione 22 (Internetional business Machines Corp., Armonk, New York, Stati Uniti).
L'assunzione di normale distribuzione degli errori è stata controllata, usando test di Shapiro-Wilk. L'analisi statistica è stata effettuata da
2-way ANOVA con i fattori di determinazione del fotopolimerizzazione e sigillante separatamente per le cellule della polpa dentale e fibroblasti gengivali seguita da test post-hoc di Bonferroni /Dunn. Livello di significatività è stato fissato a p & lt; 0.05.
Risultati
extracellulare rilasciati attività LDH da cellule polpa dentale
La percentuale di LDH extracellulare rilasciata dalle cellule della polpa per i diversi gruppi trattati con diversi sigillanti e le diverse impostazioni di luce-indurimento sono presentati in Figura 1. Figura rilascio 1 LDH dalle cellule polpa dentale. leggenda dettagliata: percentuale (media ± SD) di attività LDH extracellulare rilasciato dalle cellule dentali polpa per diversi sigillanti (S & amp; P = Seal & amp; proteggere e sigillante sperimentale K-0184) e le diverse impostazioni di luce-indurimento (durata fotopolimerizzazione in s /intensità in mW /cm2 fotopolimerizzabile). Il confronto all'interno della stessa sigillante tra le diverse impostazioni fotoindurenti che non sono significativamente diversi, sono contrassegnati con le stesse lettere (lettere minuscole e lettere maiuscole per S & amp; P e K-0184, rispettivamente). Il confronto all'interno della stessa impostazione tra i diversi sigillanti che non sono significativamente diversi, sono contrassegnati con ns fotopolimerizzazione.
Nessuna influenza significativa del fotopolimerizzazione impostazione è stata osservata (p = 0,537) sulla citotossicità dei sigillanti di superficie. Il tipo di sigillante, però, ha avuto una notevole influenza sulla citotossicità potrebbe essere osservato (p = 0,018).
La citotossicità significativamente più basso è stato osservato per il gruppo di controllo non trattato 1.
Il 2-way ANOVA ha mostrato una significativa influenza del tipo di sigillante sulla citotossicità. All'interno delle rispettive impostazioni fotoindurenti, K-0184 ha mostrato una citotossicità superiore Seal & amp; Protect, ma queste differenze non erano statisticamente significative (gruppo 2 vs 6: p = 1.000; 3 contro 7: p = 1.000; 4 vs. 8: p = 1.000 e 5 vs 9: p = 1.000)
attività LDH extracellulare rilasciato da fibroblasti gengivali
La percentuale di LDH extracellulare rilasciato da fibroblasti gengivali per i diversi gruppi trattati con diversi sigillanti e diversa luce. impostazioni di polimerizzazione sono presentati nella Figura 2. Figura 2 rilascio di LDH da fibroblasti gengivali. leggenda dettagliata: percentuale (media ± SD) di attività LDH extracellulare rilasciato da fibroblasti gengivali per diversi sigillanti (S & amp; P = Seal & amp; Proteggere e sperimentale sigillante K-0184) e le diverse impostazioni di luce-indurimento (durata fotopolimerizzabile in s /luce -curing intensità in mW /cm2). Il confronto all'interno della stessa sigillante tra le diverse impostazioni fotoindurenti che non sono significativamente diversi, sono contrassegnati con le stesse lettere (lettere minuscole e lettere maiuscole per S & amp; P e K-0184, rispettivamente). Il confronto all'interno della stessa impostazione tra i diversi sigillanti che non sono significativamente diversi, sono contrassegnati con ns fotopolimerizzazione.
Nessuna influenza significativa del fotopolimerizzazione impostazione è stata osservata (p = 0.838) sulla citotossicità dei sigillanti di superficie. Quando si confrontano i tipi di sigillante, una significativa influenza sulla citotossicità è stato osservato (p & lt; 0,001).
Il citotossicità significativamente più basso è stato osservato per il gruppo di controllo non trattato 1.
Anche se a 2 vie ANOVA ha mostrato una significativa influenza del tipo di sigillante sulla citotossicità, nessuna differenza significativa è stata osservata tra i due sigillanti fotopolimerizzato con l'impostazione della stessa fotopolimerizzazione (gruppo 2 vs 6: p = 0,995; 3 vs 7: p = 1.000; 4 vs 8: p = 0,507 e 5 vs 9: p = 1.000). Tuttavia, K-0184 ha mostrato una maggiore tendenza verso la citotossicità di fatto Seal & amp;. Non esporre all'interno della stessa impostazione fotopolimerizzazione
Discussione
Nel presente studio, gli estratti delle rispettive sigillanti sono stati preparati immergendo i dischi della dentina ricoperte le differenti sigillanti in terreno di coltura cellulare. Altri studi che hanno valutato la citotossicità dei materiali dentali ad esempio adesivi preparati gli estratti da ciascuna curare i materiali da testare in fiale [24, 25], pozzi [26], su vetrini [27] o in stampi [28]. Successivamente il mezzo di coltura cellulare è stata esposta a questi materiali polimerizzati o materiali non vulcanizzati erano direttamente dato alle cellule [29] o sono stati sciolti in mezzo di coltura cellulare [30]. Lo svantaggio di curare i materiali in fiale o pozzetti (per esempio pozzo di 96 pozzetti) è che lo strato di inibizione di ossigeno, ricco di monomeri non polimerizzati e componenti adesivi, sulla sommità di questi materiali non può essere rimosso facilmente. Poiché i monomeri non polimerizzati e altri componenti possono essere facilmente diluiti dallo strato di inibizione di ossigeno, questo si traduce in una maggiore quantità di queste sostanze negli estratti preparati da campioni in cui lo strato di inibizione ossigeno non viene rimosso. Ci sono anche degli svantaggi nella cura dei materiali su vetrini o in stampi. Questi materiali, nonché le sigillanti testati qui, sono preteso reagire con le sostanze dure dentali sono applicate su. Durante questa reazione si può presumere che vi è un cambiamento nella composizione chimica o reattività dei materiali applicati. Questo cambiamento può avere un'influenza sul successivo rilascio di eventuali composti citotossici dai materiali. Pertanto, assumiamo che applicando i sigillanti su dischi dentina e rimozione dello strato di inibizione di ossigeno, come raccomandato dal produttore, prima immergendoli in mezzo di coltura cellulare è vantaggioso per la salute del tessuto.
La dentina utilizzato per la preparazione della I dischi dentina è stata acquisita da denti bovini. Sebbene reazione con e l'effetto sulla dentina umana è l'obiettivo attuale della ricerca dentale, ci sono numerosi vantaggi di usare dentina bovina. Da un lato è facile ottenere un numero sufficiente di sane denti bovini [31] ea causa della loro superficie maggiore, più campioni può essere acquisita da un dente con una conseguente minore diversità basale dei campioni. D'altra parte, denti bovini non hanno un fluoruro e /o carie storia che molti denti umani hanno, che possa influenzare la loro composizione chimica e l'interazione con sigillanti superficie applicata.
Per testare l'effetto citotossico dei sigillanti, cellule polpa dentale e fibroblasti gengivali sono stati utilizzati. Partiamo dal presupposto che in condizioni cliniche di questi tipi di cellule sono quelli principalmente interessati dalla citotossicità di sigillanti di superficie. Inoltre, le cellule dentali polpa [21, 23, 32, 33] e fibroblasti gengivali [18, 22, 26, 34] sono stati utilizzati in numerosi altri studi che testano la citotossicità dei materiali dentali a base di resina, o vari altri agenti biologici. Misurazione dell'attività di LDH rilasciata extracellulare è un test di routine molto adatto per valutare gli effetti citotossici di vari agenti, compresi prodotti chimici o batteri, sulle cellule eucariotiche [35, 36]. Tuttavia, va notato che il saggio può misurare la morte per lisi cellulare, piuttosto che il più perplessi morte cellulare apoptotica meccanicamente, che sarebbe oltre lo scopo di questo studio.
Una limitazione di questo studio potrebbe essere che durante applicazione dei sigillanti pressione intra-polpa è stata simulata. Il risultante flusso verso l'esterno diretto della dentina liquore potrebbe diminuire il contatto delle cellule polpa con i sigillanti applicati sulla dentina. Prendendo in considerazione questi risultati, si assume che i valori ottenuti per la citotossicità sulle cellule polpa dentale potrebbero essere leggermente sopravvalutato. Tuttavia, se sarebbero stati applicati i sigillanti in una configurazione di prova barriera dentina come quella utilizzata in altri studi testare la citotossicità dei sistemi adesivi [37, 38] ci potrebbe anche essere stato un sotto-stima del citotossicità sui fibroblasti gengivali. Pertanto, abbiamo considerato una sovrastima della citotossicità su cellule polpa dentale per essere più accettabile di un sotto-stima del effetto citotossico su fibroblasti gengivali.
L'ipotesi principale della presente studio, che abbreviando il tempo fotopolimerizzabile aumentando nel contempo i risultati intensità della luce in una maggiore citotossicità dei sigillanti di superficie, deve essere respinta in quanto è stata osservata alcuna significativa influenza delle impostazioni di luce-polimerizzazione sulla citotossicità, né per le cellule polpa dentale né per i fibroblasti gengivali. Questo risultato è in contrasto con altri studi che dimostrano che per gli altri materiali dentali a base di resina (compositi e cementi) una più breve durata fotopolimerizzabile molto probabilmente si traduce in una citotossicità superiore [13, 14]. Assumiamo che ci sono due possibili spiegazioni per questi risultati contrari: Da una parte, il tempo fotopolimerizzabile è stato accorciato, ma allo stesso tempo, l'intensità fotopolimerizzabile è stata aumentata, determinando un'applicazione di densità di energia simili, mentre nella suddetta studi solo il tempo di polimerizzazione luce era accorciati. Si può presumere che l'applicazione di simili densità di energia comporta la formazione di quantità simili di radicali, risultando in un simile grado di conversione. D'altra parte, in quegli studi che hanno mostrato una citotossicità superiore dopo breve tempo fotopolimerizzabile, compositi restauro resina [14] o cementi resina cementazione [13] con spessore dei campioni di 2 mm e 1 mm, sono state testate, rispettivamente. Al contrario, lo spessore dei sigillanti testati in questo studio comunemente compresa tra il 22 micron [39] a 40 micron [40]. Supponiamo che a causa di questo spessore molto inferiore dello strato del sigillante, riduzione della durata fotopolimerizzazione ha un'influenza minore sulla citotossicità, come la luce di polimerizzazione può facilmente raggiungere il lato inferiore del campione (strato sigillante). Quando la luce di polimerizzazione raggiunge facilmente anche il lato inferiore di campioni più breve durata fotopolimerizzazione fornirà energia sufficiente a queste aree del materiale di garantire un'adeguata polimerizzazione dei monomeri. Tutti i gruppi sigillanti superficie (indipendentemente dalle impostazioni di luce-indurimento usati) hanno mostrato una significativa citotossicità. Tuttavia, in nessuno dei gruppi fotoindurenti "veloci" (4, 5, 8 e 9) era una citotossicità significativamente più alto osservato che per i gruppi fotopolimerizzabili seguendo le istruzioni del fabbricante (gruppi 3 e 7) oi gruppi con ampie luce-polimerizzazione (gruppi 2 e 6). Per quanto a nostra conoscenza, non ci sono stati problemi segnalati con biocompatibilità dei sigillanti testati quando fotopolimerizzazione seguendo le istruzioni del fabbricante, in modo che si potrebbe supporre che l'organismo umano può tollerare la qui trovate citotossicità.
Anche il secondario ipotesi che il tipo di sigillante ha un'influenza sulla citotossicità, deve essere respinta. Sebbene l'ANOVA ha mostrato una significativa influenza del tipo di sigillante sulla citotossicità per entrambe le celle polpa dentale e fibroblasti gengivali, nessuna differenza significativa nella citotossicità dei sigillanti poteva essere osservato quando si confrontano i valori delle due sigillanti irradiati con protocolli polimerizzazione identici. Tuttavia, un più alto, ma non distintamente differente, la citotossicità è stata osservata per K-0184 per entrambi i tipi di cellule. Questo risultato può essere attribuito alla composizione del materiale. In sostanza, K-0184 ha la stessa formulazione come Seal & amp; Protect, ma non contiene triclosan. Triclosan è incorporato come additivo antimicrobico in numerose cura personale e sanificazione prodotti come saponi, detergenti per la casa, cosmetici, abbigliamento sportivo, collutorio e dentifricio [41]. Le preoccupazioni circa l'uso di triclosan sono state sollevate come gli studi hanno dimostrato che il triclosan è in grado di indurre resistenze agli antibiotici in vari batteri deriva [42], di accumulare in campioni di latte materno e nei pesci esposti a acque reflue urbane [43]. Il modo più semplice per evitare questi effetti collaterali negativi di triclosan è evitare incorporazione in prodotti utilizzati in soggetti umani. Tuttavia, se il triclosan è esclusa dalla data formulazione chimica di Seal & amp; Protect, questo sarà anche modificare la proporzione degli altri componenti della formulazione. Si potrebbe supporre che questo cambiamento potrebbe provocare uno spostamento o l'aumento dei componenti non reagiti nel prodotto fotopolimerizzabile, successivamente causando una citotossicità superiore.
Conclusione
Entro i limiti del presente studio si può concludere che accorciando il tempo di esposizione alla luce, mantenendo la densità di energia, determinato non superiore citotossicità dei sigillanti polimerizzati in questo modo. Prendendo inoltre in considerazione che accorciare i tempi di esposizione di luce, mantenendo la densità di energia, non ha alcuna influenza negativa sul potenziale di prevenzione dell'erosione e stabilità meccanica dei sigillanti [8] si può concludere che (3 s luce protocollo fotopolimerizzazione -curing a 3200 mW /cm 2 (= 9,6 J /cm 2)) usato qui fornisce un approccio veloce e sicuro da usare sigillanti superficie per evitare erosiva usura dei denti. Tuttavia, ulteriori studi per quanto riguarda l'abrasione, il grado di conversione e la stabilità a lungo termine dei sigillanti superficie in modo curate sono necessari prima che le raccomandazioni per l'uso clinico può essere dato
. Dichiarazioni
Riconoscimento
Gli autori vorrebbero riconoscere Mrs. Elpida Plattner per l'esecuzione dei test di citotossicità. Dr. Anders Johansson è ringraziato per fornire i fibroblasti gengivali.
Autori fascicoli presentati originali per
di seguito sono riportati i link ai file degli autori originali inviati per le immagini. 'file originale per la figura 1 12903_2014_380_MOESM2_ESM.pdf Autori 12903_2014_380_MOESM1_ESM.pdf autori file originale per la figura 2 interessi in competizione
Gli autori dichiarano di non avere interessi in gioco.
contributi degli autori
FJW partecipato alla progettazione studio dello studio, preparazione del materiale testato, prestazioni di colture cellulari, analisi dei dati e scritto il manoscritto. TTT aiutato nella stesura del manoscritto e ha dato ingresso particolarmente importante per quanto riguarda l'argomento polimerizzazione. TA ha partecipato alla progettazione dello studio e criticamente l'articolo. GNB partecipato al disegno dello studio, le prestazioni delle colture cellulari e saggi LDH, analisi dei dati e criticamente il manoscritto. Tutti gli autori hanno letto e approvato il manoscritto finale.
