Abstract
sfondo
I tessuti molli intorno agli impianti dentali forma una barriera tra l'ambiente orale e l'osso peri-implantare e un fattore cruciale per il successo a lungo termine della terapia è lo sviluppo di una buona tenuta pilastro /tessuti molli. Sol-gel derivato nanoporous TiO
2 rivestimenti hanno dimostrato di migliorare l'attaccamento dei tessuti molli, ma il loro effetto sulla adesione e la formazione di biofilm da batteri orali è sconosciuta.
Metodi
Abbiamo studiato come le proprietà delle superfici può essere utilizzato su pilastri: girato in titanio, sol-gel nanoporous TiO 2 superfici rivestite e anodizzato Ca 2 + superfici modificate, influenzare la formazione di biofilm da due primi colonizzatori della cavità orale: Streptococcus sanguinis
e Actinomyces
naeslundii. I batteri sono stati rilevati utilizzando 16S rRNA in situ fluorescente
ibridazione con microscopio confocale a scansione laser.
Risultati
Interferometria e microscopia a forza atomica ha rivelato tutte le superfici per essere liscia (S a ≤ 0,22 micron) . L'incubazione con un consorzio di S. sanguinis
e A. naeslundii
non ha mostrato differenze di aderenza tra le superfici più di 2 ore. Dopo 14 ore, il livello di crescita biofilm era bassa e nuovo, senza differenze tra le superfici sono stati visti. La presenza di saliva ha aumentato la Biovolume biofilm di S. sanguinis
e A. naeslundii
dieci volte rispetto a quando saliva era assente e questo era causa di una maggiore aderenza piuttosto che la crescita di biofilm.
Conclusioni
nano-topografica modifica delle superfici in titanio lisce avuto alcun effetto sulla adesione o la formazione di biofilm giovanile di S. sanguinis
e A. naeslundii
rispetto a superfici trasformate o quelli trattati con ossidazione anodica in presenza di Ca 2+. La presenza di saliva portato ad una significativamente maggiore Biovolume biofilm ma non state osservate differenze significative tra le superfici di prova. Questi dati suggeriscono quindi che la modifica con sol-gel derivato nanoporous TiO 2, che ha dimostrato di migliorare la osteointegrazione e dei tessuti molli di guarigione in vivo
, non provoca una maggiore formazione di biofilm da parte delle due specie commensali orali testate di . le altre superfici
materiale supplementare elettronica
La versione online di questo articolo (doi:. 10 1186 /1472-6831-11-8) contiene materiale supplementare, che è disponibile per gli utenti autorizzati
. sfondo
impianti dentali in titanio sono comunemente utilizzati per sostituire i denti persi e molto lavoro è stato incentrato sull'ottimizzazione della proprietà meccaniche dei materiali da impianto chimico-fisiche e per migliorare la loro integrazione con l'osso ospite e tessuti molli. La barriera tessuto molle intorno agli impianti dentali funge da sigillo di protezione tra ambiente orale e ossa sottostanti perimplantare e un fattore proposto di importanza per il successo a lungo termine terapeutico della terapia implantare è lo sviluppo di un buon riscontro /soft sigillo -tissue [1]. Varie modifiche superficie degli impianti, tra cui micro-topografica e di superficie chimica alterazioni, sono stati studiati per i loro effetti sulla guarigione dei tessuti e di recente, l'interesse è rivolto a modifiche sul livello nanometrico di risoluzione [2]. superfici Nanofeatured sono considerati quelli con strutture più piccole di 100 nm in almeno una dimensione, e nanofeatures sono state caratterizzate su almeno quattro impianti disponibili in commercio [3]. Sol-Gel nanoporosa derivato TiO hanno dimostrato 2 rivestimenti per migliorare i tessuti molli in modelli di ratto e cane [4-6] e uno studio sperimentale in umana ha indicato che una proporzione significativamente maggiore della mucosa orale, è in contatto con un nanoporous TiO 2 superficie che con una superficie non modificati [7].
superfici nella cavità orale sono rapidamente coperti con una pellicola di proteine e glicoproteine derivato dalla saliva e fluido crevicolare nonché prodotti microbici secreti [8] . La composizione, nonché la configurazione e la densità delle proteine della pellicola, dipende in larga misura dalla natura fisica e chimica della superficie sottostante e quindi le proprietà della adesione batterica influenza superficie se la pellicola. Numerosi microrganismi in fase planctonici saranno trasportati alla superficie ma sono le proprietà del film di condizionamento oltre alle proprietà di aderenza di batteri che determinano quali gli organismi si attaccano e danno inizio la formazione di biofilm. formazione di biofilm su superfici dentali è avviata da adesione dei primi colonizzatori, come S. sanguinis
e A. naeslundii
[9]. I colonizzatori iniziali promuovere l'adesione dei colonizzatori secondari da co-aggregazione e microbiche interazioni che portano alla maturazione del biofilm [10]. Il microbiota degli impianti sani è pensato per essere simile a quello visto sulla superficie dei denti [11, 12] e Streptococcus
spp. e actinomyces naeslundii
sono stati identificati come i primi colonizzatori su una serie di superfici dei materiali implantari in vivo
[13]. Come è il caso per la placca dentale, la capacità di crescita e il metabolismo sono i determinanti ambientali di sopravvivenza e persistenza di batteri orali sulle superfici di impianti dentali. Moltiplicazione e il metabolismo di aderire microrganismi in ultima analisi, lo sviluppo di una comunità microbica strutturalmente organizzato che è in uno stato di equilibrio con l'host [14]. malattia orale può verificarsi quando i fattori ambientali locali nel biofilm guidano la selezione e l'arricchimento dei patogeni putativi appartenenti al microbiota residente iniziando così una risposta infiammatoria che induce il riassorbimento osseo progressivo a impianti dentali [15].
hanno dimostrato superfici di riscontro ruvide titanio per aumentare la formazione di placca in vivo
[16]. Tuttavia, in confronto, superfici di appoggio lisce con valori di rugosità superficiale di & lt; 0,3 μ m non promuovono la formazione di biofilm in vivo
nella stessa misura [17]. Liscia, trasformato (TU) di titanio, nanoporous TiO 2 rivestito (SG) e anodizzato Ca 2 + modificato (OC) le superfici sono stati tutti dimostrato di essere adatto per osteointegrazione così come la guarigione dei tessuti molli [7, 18, 19]. In questo studio, abbiamo dimostrato che non ci sono differenze significative nella formazione di biofilm all'inizio di S. sanguinis
e A.
naeslundii, su queste tre superfici lisce. Tuttavia, la presenza di saliva ha portato allo sviluppo di una significativamente maggiore biofilm Biovolume da questi due colonizzatori su tutte le superfici di quando saliva non era presente
. Metodi
Preparazione di superfici di titanio commercialmente puro
dischi titanio torniti (grado 4), con un diametro di 8 mm e un foro centrale, sono stati divisi in quattro gruppi. I dischi originali rivolti serviti come controlli (TU) e gli altri gruppi venivano ciascuna modificati in uno dei tre modi diversi: Trattamento sol-gel per creare un nanoporosa TiO 2 coat (SG), trattato termicamente in modo simile a i dischi sol-gel trattati (HT), o ossidato anodicamente e calcio trattati (OC)
Per il trattamento sol-gel (SG), dischi vengono pulite in una soluzione di base di perossido di idrogeno (H 2O;. 30 % H 2O 2, e 25% NH 4OH nel rapporto 5: 1: 1) a 85 ° C per cinque minuti. Dopo ampia risciacquo in acqua distillata, i dischi sono stati essiccati in scorre N 2. Il sol è stato preparato miscelando una soluzione 1 [10,22 g tetraisopropylorthotitanate, (Merck, Hohenbrunn, Germania) sciolto in 15 ml di etanolo] con soluzione 2 [15 ml di etanolo, 170 microlitri H 2O e 840 microlitri HNO 3 ]. Dopo miscelazione per un'ora, 100 microlitri PEG 400 (Merck, Hohenbrunn, Germania) è stato aggiunto e la soluzione agitata vigorosamente. Il sol limpida viene mantenuta a temperatura ambiente durante l'invecchiamento e il processo di dip-coating. Dip-coating è stata eseguita con l'utilizzo di una fase motore passo-passo controllato dal computer con una velocità di immersione di 30 mm /min, ed i dischi sono stati sinterizzato in un forno a 500 ° C (aria) per 30 minuti. Dopo il riscaldamento i dischi sono stati ultrasuoni puliti in etanolo per quattro minuti ed infine essiccato in scorre N 2. Le superfici trattati termicamente (HT) che servivano come controlli per le superfici SG sono state sinterizzate a 500 ° C (aria) come descritto sopra. Il ossidato anodicamente e calcio Incorporated (OC) le superfici sono stati preparati per ossidazione anodica con un elettrolita formato da glicerofosfato di sodio idrato (C 3H 6 (OH) 2PO 4Na 2 × H 2O) e calcio acetato (Ca (CH 3COO) 2) [20, 21].
Caratterizzazione di superfici in titanio
per indagare rugosità superficiale a livello del micrometro, tre dischi di ogni superficie sono stati studiati a dieci siti utilizzando un interferometro ottico (MicroXamTM, PhaseShift, Tucson, stati Uniti d'America). Ogni misura è stata eseguita su un'area micron 200 × 260. Un filtro gaussiano passa-alto (50 × 50 micron) è stato usato per rugosità separata da errori di forma e ondulazione [22]. La valutazione è stata effettuata con il software Surfascan e le immagini sono stati prodotti con SPIP ™ (scansione di sonda Image Processor, Immagine metrologia, Danimarca). Tre diversi parametri tridimensionali sono stati usati per caratterizzare la superficie: media altezza deviazione [S un (micron)], un parametro spaziale - la densità dei vertici [S ds (1 /micron 2)] e un parametro ibrida con variazioni in altezza e direzione spaziale [S dr (%)].
La topografia di superfici modello silice, dip rivestite come per le superfici SG, è stata caratterizzata utilizzando la microscopia a forza atomica (AFM 3100 , Nanoscope III, strumenti digitali). Per caratterizzare la topografia sul livello nanometrico di risoluzione, il parametro superficie bidimensionale, media deviazione altezza [R a (nm)], è stato applicato. Spessore del rivestimento SG è stato misurato con ellissometria nulla a λ = 632 nm (Auto-El-III, Rudolph Research, USA). L'indice di rifrazione assunto di TiO 2 in struttura cristallina Anastase era n = 2.49.
Ceppi batterici e la cultura
Per i saggi biofilm il tipo di ceppo orale Streptococcus sanguinis
ATCC 10556 e actinomyces naeslundii
isolato dalla placca dentale [23] sono stati utilizzati. Tutti i ceppi sono stati regolarmente mantenuti su agar sangue o in Todd-Hewitt brodo (TH) a 37 ° C in 5% di CO 2
. Assay per l'adesione e la formazione di biofilm presto
Immediatamente prima inoculazione batterica, dischi sono stati puliti in un bagno a ultrasuoni con Extran MA01 ® (Merck, Darmstadt, Germania) diluito 1:40 in acqua distillata, trattata con etanolo, e collocato in polistirene 6 pozzetti titolo (fondo piatto) (multiwell ™, Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ, USA). brodo di coltura durante la notte sono stati diluiti 1:50 in fresco, pre-riscaldato brodo Todd Hewitt a 37 ° C in 5% di CO 2 e cresciuti alla metà del esponenziali fase di crescita (OD 600 nm≈0.6). Le colture sono state poi diluiti per ottenere concentrazioni finali di circa 1 × 10 8 cellule /ml per S. sanguinis
e 1 × 10 7 cellule /ml per A. naeslundii
. 1,5 ml di S. sanguinis
e 4,5 ml di A. naeslundii
sospensioni sono stati poi inoculate nei pozzetti. La micropiastra è stata sigillata con nastro paraffina e incubata a 37 ° C su shaker rotativo a 300 rpm in 5% CO 2. Dopo incubazione per 2 e 14 h, le superfici sono state risciacquate tre volte con 10 mM tampone fosfato di potassio, pH 7,5 (PBS) per rimuovere cellule debolmente legate. I batteri aderenti sono stati fissati in paraformaldeide al 4% per il 16S rRNA ibridazione. Tutti gli esperimenti biofilm sono state effettuate utilizzando colture batteriche indipendenti tre volte per ogni tipo di superficie.
Per gli esperimenti di saliva, non stimolato tutta la saliva è stato raccolto da un volontario di buona salute orale, centrifugati per 10 minuti a pellet mucine e batteri, e il filtro-sterilizzato surnatante (dimensione dei pori 0,22 micron). Aliquote di sospensioni batteriche (1,5 ml di S. sanguinis Comprare e 4,5 ml di A.
naeslundii) sono state centrifugate ed il pellet risospeso in 6 ml di saliva sterile. sospensioni batteriche (contenente 10 7 formanti colonie-unità per ml come mostrato dalla coltura) sono stati poi aggiunti ai pozzetti. Le piastre sono state agitate delicatamente per 14 ore a 37 ° C in atmosfera al 5% di CO 2. Dopo questo tempo, le superfici sono state risciacquate tre volte con 3 ml di PBS, fissate con 4% paraformaldeide e incubate overnight a 4 ° C
. 16S rRNA FISH e microscopio confocale a scansione laser
batteri fissi sui dischi sono stati lavati con fredda , PBS sterile e sottoposto a permeabilizzazione della membrana cellulare con 100 ml lisozima (Sigma, St Louis, MO, USA) [(70 U ul -1) in 100 mM Tris-HCl, pH 7.5 (Sigma, St Louis, MO , Stati Uniti d'America) contenente 5 mM EDTA (Merck, Damstadt, Germania)] per 9 minuti a 37 ° C. Dopo il risciacquo con acqua ultra-pura, i batteri sono stati disidratati attraverso una serie di lavaggi etanolo. buffer di ibridazione [0,9 M NaCl, 20 mM Tris-HCl, pH 7,5, 0,01% di solfato di sodio dodecil (SDS) e 25% formammide] contenente 20 ng di sonda di oligonucleotide marcato ml -1 stato pipettati sui dischi di titanio . Il cocktail della sonda consisteva nella STR493 sonda di streptococco (5'-GTTAGCCGTCCCTTTCTGG-3 ') [24], fluorescente verde con ATTO-488 per valutare la quantità di S. sanguinis
, e una sonda ATTO-565 rosso marcato EUB338 (5'-GCTGCCTCCCGTAGGAGT-3 ') [25] per valutare il volume totale del biofilm. Hybridization è stata effettuata a 47 ° C in una camera umida per 90 minuti. Le superfici sono state lavate tre volte con 20 mM Tris-HCl (pH 7,5) contenente 5 mM EDTA e 0,01% sodio dodecil solfato, e due volte con 159 mM NaCl, 30 e 15 minuti, a 47 ° C sotto leggera agitazione. Infine, le superfici in titanio sono state lavate con acqua ultra-pura ghiacciata, montati e incollati su vetrini per l'analisi utilizzando confocale a scansione invertita microscopia laser (CSLM) (Eclipse TE2000, Nikon Corporation, Tokyo, Giappone). fluorescenza verde è stato fornito da un laser Ar (eccitazione laser 488 nm) e la fluorescenza rossa è stata data da un laser G-HeNe (543 nm laser di eccitazione). immagini CLSM sono state acquisite con un obiettivo ad immersione (× 60). Ogni stack aveva un substrato di copertura zona di campo di 215 × 215 micron, e lo z-passo è stato 2 micron. Le immagini sono state ottenute da 15 siti selezionati in modo casuale per disco. Analisi Immagine Editoriale
Le pile di immagini sono stati convertiti in formato TIFF e analizzati utilizzando il software bioImage_L [26] per il calcolo dei parametri strutturali del biofilm. S. sanguinis
riprende sia il EUB338 universale sonda (rosso) (Figura 1a) e la sonda streptococco specifico STR493 (verde) (Figura 1b) e nelle immagini presentate queste cellule sembrano gialle causa co-localizzazione delle sonde (Figura 1c). A. naeslundii
, che occupa solo la sonda EUB338, appare rosso (Figura 1c). Dal momento che il software utilizzato non poteva identificare le cellule di colore giallo, il biovolume di S. sanguinis
è stata quantificata utilizzando i numeri di cellule verdi. Il Biovolume biofilm di A. naeslundii
è stato quindi calcolato indirettamente sottraendo il S. sanguinis
(verde) biofilm Biovolume dal totale. Figura 1 16S rRNA fluorescenza nelle immagini di ibridazione in situ di S. sanguinis e A. naeslundii in biofilm mono e dual-specie. immagini che mostrano CSLM biofilm dual-specie di S. sanguinis
e A. naeslundii
(a) macchiato con il EUB338 16S sonda FISH rRNA rosso, (b) macchiato con la sonda FISH STR493 16S rRNA verde o (c) tinto con entrambe le sonde. La barra mostra 4 micron
Analisi statistica
Il test di Mann-Whitney non parametrico è stato utilizzato per analizzare le differenze di biofilm Biovolume tra le superfici di prova e di controllo e p-value & lt.; 0,05 sono stati considerati significativi.
Risultati e discussione
Caratterizzazione delle superfici di titanio
Caratterizzazione di orientamento superficie con interferometria rivelato che la superficie nanoporoso (SG) così come il trattamento termico (HT) e anodica ossidati Ca 2+ incorporati (OC) superfici erano isotropo mentre la superficie attivata (TU) era anisotropo (con topografia superficiale oriented) (Figura 2, colonna a sinistra). Le misurazioni di parametri di superficie (Figura 2, colonna di destra), ha rivelato che la superficie nanoporoso (SG) ha avuto una deviazione media altezza della superficie (S a) di 0,16 ± 0,04 micron, mentre la superficie sviluppata [27] e la densità vertice ( S ds) erano 3 ± 1% e 0.13 ± 0,005 vertici /micron 2, rispettivamente. Questa topografia era simile a quella del controllo trattato termicamente (HT) (S a 0,16 ± 0,02 micron, S dr 3 ± 1%, S ds 0,12 ± 0,007 vertici /um 2) e il girato (TU) (S un 0,18 ± 0,02 micron, S dr 4 ± 1%, S ds 0,13 ± 0,022 vertici /micron 2) le superfici. Il anodica ossidato Ca 2 + incorporato (OC) di superficie tuttavia, aveva valori più elevati per la deviazione altezza media (0,22 ± 0,01 micron), il rapporto superficie sviluppata (15 ± 2%), e la densità di vertice (0,23 ± 0,003 vertici /micron 2). Così, la superficie OC aveva alquanto maggiore strutture microtopographical rispetto alle altre superfici indagato e aveva una maggiore superficie potenziali interazioni batteriche. Tuttavia, nonostante le differenze sul livello microscala della rugosità fra TU, SG e HT da un lato e la superficie OC dall'altro, tutti sono stati classificati come liscia (cioè
S a & lt;. 0,5 μ m) [28]. Figura 2 immagini interferometria e caratteristiche superficiali delle superfici di titanio lisce. Immagini da interferometria sono stati prodotti con SPIP ™. La deviazione media altezza (Sa), la densità dei vertici (SDS) e l'ampliamento di superficie (Sdr) sono indicati per le diverse superfici; SG (sol-gel derivato TiO2 nanoporous rivestito), HT (trattato termicamente-), TU (acceso) e OC (anodicamente ossidato Ca2 + incorporato) le superfici.
Atomica di immagini di superficie microscopia a forza di sol-gel derivato nanoporous TiO 2 superfici hanno mostrato che le particelle erano ben distribuiti e organizzati (Figura 3). Il rivestimento ha portato alla formazione di nanostrutture di pochi nanometri fino a 100 nm con R a 1,58 nm. Lo spessore del nanoporoso TiO 2 coating, era 90 nm ± 10 nm come misurato da ellissometria. Figura 3 Caratterizzazione della superficie rivestita nanoporosa TiO 2 utilizzando la microscopia a forza atomica. Un'immagine AFM rappresentante della superficie rivestita TiO2 nanoporous. Si noti la nanofeatures omogenee e uniformemente distribuiti.
Proprietà di superfici lisce non influenzano l'adesione e la formazione di biofilm giovanile di S. sanguinis e A. naeslundii
Il principale obiettivo di questo studio è stato quello di indagare l'adesione microbica per nanoporous TiO < sub> 2 (SG) superfici e confrontare questo ad altre superfici lisce in titanio utilizzate per monconi implantari. Il modello utilizzato è compatibile con CLSM poiché i dischi possono essere montati su vetro vetrini e visualizzati direttamente al microscopio. La quantità di batteri sulla superficie dopo 2 ore di incubazione è stato considerato per rappresentare il livello di adesione batterica alla superficie. Dopo 2 ore, A.
naeslundii e S. sanguinis
erano presenti su tutte le superfici come gruppi di cellule scarsamente distribuiti (Figura 3b - Il pannello superiore). Il biovolume biofilm sulla superficie SG era simile a quello sul controllo HT e la superficie TU. La superficie OC tuttavia, ha mostrato un livello leggermente superiore di aderenza, ma questo non era-significativamente diversa da quella delle altre superfici (p = 0,05) (Figura 4a). Così sembra che il più alto livello di rugosità microscala visto per la superficie OC non era sufficiente a proteggere i batteri dalle forze di rimozione. Risultati simili sono stati ottenuti in vivo
studio in cui le superfici con S a = 0.21 micron mostrato alquanto maggiori livelli di aderire microrganismi rispetto a quelli con un S un nell'intervallo ,05-,13 micron [29] e una rugosità media altezza (R a) di 0,2 um è stata proposta come una soglia per l'adesione batterica significativo [17]. La proporzione di A.
naeslundii era maggiore di quella di S. sanguinis
su tutte le superfici (circa l'85% del Biovolume biofilm) che suggeriscono che, in queste condizioni, A.
naeslundii era meglio in grado di aderire di S. sanguinis
. Figura 4 formazione di biofilm da S. sanguinis e A. naeslundii su 2 e 14 ore sulle superfici in titanio lisce. (A) grafici che mostrano la media ± SD di volume di biofilm generato da tre serie indipendenti di esperimenti. SG (sol-gel derivato TiO2 nanoporous rivestito), HT (trattato termicamente), TU (acceso) e OC (ossidato anodicamente e Ca2 + incorporato). Nessuna differenza significativa è stata osservata tra le superfici in ogni punto del tempo. (B) Immagini rappresentative da CSLM di 2 e 14 ore biofilm visualizzati con 16S rRNA FISH utilizzando sonde oligonucleotidiche di targeting S. sanguinis
(STR493 - verde) e tutti i batteri (EUB338 - rosso). Poiché sia il EUB338 rosso e la sonda STR493 verde sono state prese da S. sanguinis
, le cellule appaiono di colore giallo, mentre A. naeslundii
che incorpora solo la sonda EUB338 appare rosso. Le barre di scala rappresentano 10 micron.
Dopo 14 ore in presenza del mezzo di crescita TH, i batteri aderito hanno iniziato a dividersi e crescere e che i livelli di copertura microbica sono quindi valutate in modo da riflettere le fasi iniziali della formazione di biofilm. Tuttavia, i livelli di crescita visto qui tra due e 14 ore erano bassi e questo può riflettere il fatto che a contatto con una superficie, batteri planctonici subiscono una transizione da crescita esponenziale ad un tasso di crescita molto più lenta [30]. Non ci sono differenze nei livelli di copertura tra le diverse superfici potrebbero essere osservate (figura 4b, pannello inferiore). In accordo con queste osservazioni, non sono state riscontrate differenze nella Biovolume biofilm globale tra i quattro superfici. La proporzione relativa di S. sanguinis
era aumentato al 31%, anche se i livelli erano ancora inferiori a quelli di A. naeslundii
(69%). Così, anche se i livelli iniziali di adesione sono state leggermente superiori in superficie OC, probabilmente a causa della maggiore superficie, questo non era sostenuto come biofilm cominciato a svilupparsi.
Saliva migliora l'adesione di S. sanguinis e A. naeslundii in biofilm dual-specie
per indagare se la saliva colpiti adesione al supporto, S. sanguinis
e A. naeslundii
sono stati sospesi nella saliva sterile prima dell'esposizione alle superfici. Ciò ha aumentato l'adesione di entrambe le specie a tutte le superfici dopo 2 ore (figura 5b, pannello superiore). I batteri erano presenti come cluster, probabilmente a causa di aggregazione delle cellule ricoperte di proteine salivari. L'incremento è fino a 11 volte (figura 5a) rispetto al in assenza di saliva (figura 4a), suggerendo che la saliva promosso l'adesione di queste due specie. Al contrario, in precedenti studi di pre-rivestimento di superfici in titanio con pellicole salivari sperimentali ha dimostrato di non influenzare l'adesione di A. naeslundii
[31]. Questa differenza può essere attribuita al fatto che nello studio di Lima et al
. 2008 batteri sono stati sospesi in brodo nutriente, piuttosto che saliva. Figura 5 La formazione di biofilm da S. sanguinis e A. naeslundii in presenza di saliva sopra 2 e 14 ore sulle superfici di titanio lisce. (A) grafici che mostrano la media ± SD di volume di biofilm generato da tre serie indipendenti di esperimenti. SG (sol-gel derivato TiO2 nanoporous rivestito), HT (trattato termicamente), TU (acceso) e OC (ossidato anodicamente e Ca2 + incorporato). Nessuna differenza significativa è stata osservata tra le superfici in ogni punto del tempo. (B) Immagini rappresentative da CSLM di due e 14 ore biofilm visualizzati con 16S rRNA FISH utilizzando sonde oligonucleotidiche di targeting Streptococcus sanguinis
(STR493 - verde) e tutti i batteri (EUB338 - rosso). Poiché sia il EUB338 rosso e la sonda STR493 verde sono state prese da S. sanguinis
, le cellule appaiono di colore giallo, mentre A. naeslundii
che incorpora solo la sonda EUB338 appare rosso. Le barre di scala rappresentano 25 micron.
Dopo 14 ore alcun cambiamento di rilievo è stato visto nel Biovolume biofilm che indica che nessuna crescita si era verificato in presenza di saliva. Tuttavia, questi dati sono suscettibili di sottovalutare la formazione di biofilm e la crescita in vivo
poiché in biofilm su superfici implantari dentale reclutamento di una serie di altre specie batteriche permetterebbe un'azione concertata a degradare glicoproteine salivari e, quindi, fornire sostanze nutrienti per la crescita [32] . Le diverse superfici non hanno mostrato differenze in totale Biovolume biofilm (p & lt; 0,05). E la proporzione delle specie batteriche era simile in entrambe le 2 e le 14 ore, con A. naeslundii
che costituiscono circa l'80% del Biovolume
il modello usato qui ha permesso alle diverse superfici da testare in presenza di saliva. L'uso di 16S rRNA FISH consente il rilevamento di variazioni interspecie in adesione e crescita, come pure le relazioni spaziali tra batteri sulle varie superfici. Inoltre, l'ampia risciacquo durante il procedimento FISH 16S rRNA assicura che i batteri solo realmente aderito sono presenti sulla superficie durante quantificazione. Uno svantaggio del modello è che il scuotendo delicatamente usato qui può non riflettere accuratamente le forze di taglio presenti una superficie esposta nella cavità orale. Tuttavia, questo potrebbe essere superata attraverso l'utilizzo di un modello di flusso-camera [33].
Conclusioni
modifica Nano-topografica di superfici in titanio lisce non ha causato significativamente maggiore aderenza e la formazione di biofilm di S. sanguinis
e A. naeslundii in vitro
che è stato trovato sulle superfici trasformate o quelli trattati con Ca 2 + incorporazione durante l'ossidazione anodica. In presenza di saliva, adesione era aumentato più di dieci volte rispetto a in assenza di saliva e nessuna differenza è stata osservata tra le superfici. Questi dati suggeriscono che la modifica con sol-gel derivato nanoporous TiO 2, che ha dimostrato di migliorare la guarigione dei tessuti molli in vivo
, non porta ad una maggiore adesione e formazione di biofilm iniziale da parte delle due specie commensali testate di le altre superfici. Tuttavia, non si può escludere che in un periodo di tempo più lungo in presenza di altre specie batteriche, maggiori differenze di formazione di biofilm sulle diverse superfici possono essere visti
Elenco delle abbreviazioni
CLSM:.
confocale a scansione laser micrscopy
PBS:
10 mM tampone fosfato di potassio, pH 7.5
FISH:
fluorescenza in situ
ibridazione
TU:
superfici trasformato
OC:
ossidato anodicamente Ca 2 + incorporato superfici
SG:
sol-gel derivato nanoporous TiO 2 superfici rivestite
HT:
superfici trattati termicamente.
Dichiarazioni
Ringraziamenti
Questo studio è stato sostenuto dalla Swedish Dental Society, la Fondazione Hjalmar Svensson ricerca, il Consiglio svedese della ricerca (AW), e la Fondazione Conoscenza, Svezia.
autori fascicoli presentati originali per
di seguito sono riportati i link ai degli autori fascicoli presentati originali per immagini. 'file originale per la figura 1 12903_2010_176_MOESM2_ESM.jpeg Autori 12903_2010_176_MOESM1_ESM.jpeg autori file originale per la figura 2 12903_2010_176_MOESM3_ESM.jpeg Autori file originale per la figura 3 12903_2010_176_MOESM4_ESM.jpeg Autori file originale per il file originale figura 4 12903_2010_176_MOESM5_ESM.jpeg degli autori per la figura 5 Conflitto di interessi
Gli autori dichiarano di non avere interessi in gioco.
contributi degli autori
VF partecipato nella pianificazione dello studio, effettuato la maggior parte del lavoro di laboratorio, e hanno partecipato alla analisi dei dati e la stesura del manoscritto. PL ha preparato le superfici sol-gel derivati e ha partecipato alla stesura del manoscritto. AW ha partecipato alla progettazione studio e la stesura del manoscritto. LCP partecipato alla progettazione sperimentale e redazione del manoscritto. GS ha partecipato nel disegno dello studio, l'analisi dei dati e la stesura del manoscritto. JRD partecipato l'analisi dei dati e la stesura del manoscritto. Tutti gli autori hanno letto e approvato il manoscritto finale.
