Abstract
sfondo
Con la crescente domanda di impianti in titanio osteointegrati per sostituire i denti mancanti, spesso in pazienti con una storia di parodontite, infezioni correlate all'impianto sono diventati una questione di crescente preoccupazione. sono urgentemente necessari nuovi metodi per il trattamento e la prevenzione delle infezioni da impianti associati. Lo scopo di questo studio è stato quello di indagare se diverse proprietà pH, atmosfera e la superficie potrebbe limitare l'adesione batterica di superfici in titanio utilizzati in impianti dentali.
Metodi
dischi di titanio con superficie lavorata o anodizzato (TiUnite ™) sono state incubate con un co-coltura di Streptococcus mitis
e Actinomyces Oris
(primi colonizzatori delle superfici orali) a pH 5.0, 7.0 e 9.0 in atmosfera aerobica o anaerobica. L'adesione è stato analizzato contando formanti colonia (ufc) su agar e da confocale a scansione laser microscopia (CLSM).
Risultati
L'analisi ha mostrato che CFU un pH di 5,0 è stato trovato per ridurre in modo significativo l'adesione di S. mitis,
e un'atmosfera aerobica, l'adesione di A. oris
. S. mitis
è stato trovato in molto meno quantità sulla superficie anodizzata rispetto alla superficie lavorata, mentre A. oris
è stato trovato in quantità uguali su entrambe le superfici. L'analisi CLSM ha confermato i risultati del CFU contano e ha fornito ulteriori informazioni su come le due specie commensali orali aderito alle superfici:. Prevalentemente in gruppi dispersi orientati con i boschi della superficie lavorata e pori della superficie anodizzata
Conclusioni
adesione batterica di S. mitis
e A. Oris
può essere limitato dal pH acido e l'atmosfera aerobica. La superficie anodizzata ridotta l'adesione di S. mitis
rispetto alla superficie lavorata; mentre A. oris
aderiva ugualmente bene ai pori della superficie anodizzato e alle scanalature della superficie lavorata. È difficile trasferire questi risultati direttamente in una situazione clinica. Tuttavia, vale la pena indagare ulteriormente questi risultati da un punto di vista in vitro, così come clinicamente, di acquisire maggiori conoscenze del pH acido effetti e l'atmosfera aerobica avere sulla adesione batterica iniziale.
Parole
batterica adesione impianti dentali Peri malattia -implant confocale a scansione laser microscopia elettronica materiale supplementare
La versione online di questo articolo (doi:. 10 1186 /1472-6831-13-4) contiene materiale supplementare, che è disponibile per gli utenti autorizzati
. sfondo
Advances in implantologia dentale nel corso degli ultimi 20 anni hanno permesso di fornire un maggior numero di pazienti con impianti dentali osteointegrati con successo. [1, 2]. Tuttavia, con il passaggio da trattare principalmente i pazienti completamente edentuli ai pazienti mancanti uno o pochi denti, spesso a causa di parodontite, infezioni batteriche legate all'impianto sono diventati una questione di crescente preoccupazione [3-5]. I batteri che colonizzano le tasche parodontali possono diffondersi al tessuto peri-impianto e parte degli impianti a vista, e possono avviare una risposta infiammatoria nel tessuto peri-implantare [6]. Una infiammazione nei tessuti molli circostanti l'impianto può disturbare la stretta connessione tra la mucosa e il pilastro dell'impianto. Ciò consentirà adesione batterica alla superficie liscia del moncone e, se esposto, la superficie ruvida dell'impianto [7, 8]. Se non trattata correttamente, l'infiammazione può portare alla degradazione dell'osso dell'impianto di supporto, con conseguente perdita dell'impianto. Trattamento della malattia oggi perimplantare spesso include pulizia meccanica accurata della superficie dell'impianto e l'uso di antibiotici sistemici, tuttavia, non vi è alcuna garanzia di esito positivo [9, 10].
L'adesione iniziale di batteri da impiantare esposto parti saranno influenzati dalle variazioni dell'ambiente orale. Il pH e il livello di ossigeno nel cavo orale variano a seconda di una serie di fattori, tra cui l'assunzione di cibo, salute orale e la posizione nella bocca, cioè aria superficie esposta del dente contro l'ossigeno priva della tasca gengivale. [11]. batteri orali, come lo Streptococcus mitis
e Actinomyces Oris
(formely naeslundii
genotipo II), sono normalmente si trovano a margine di aria esposta della gengivale, e sono continuamente lavata dalla saliva con un pH neutro di 7. Tuttavia, con l'aumento della carica batterica nell'ambiente locale diventa più acida come risultato della produzione batterica dell'acido lattico [12]. Inoltre, l'infiammazione nel tessuto molle impianto-circostante porta ad un aumento della produzione del leggermente alcalino gengivale fluido interstiziale [13], e un approfondimento della tasca peri-impianto [10, 14]. Con l'approfondimento della tasca gengivale, la saturazione di ossigeno del fluido interstiziale diminuisce [15]. Molti degli studi riportati in letteratura sono stati concentrati sugli effetti dell'acidificazione sulla carie causando Streptococcus mutans
[16, 17], e sulla sua adesione al idrossiapatite, un bioceramica simile al componente minerale dell'osso e dei denti [18]. Un pH acido di 4,5 ha dimostrato di ridurre l'adesione di S. mutans
di idrossiapatite, mentre un pH di 6,0 è stato segnalato per avere un effetto simile sulla capacità di A. oris
aderire [19] . Tuttavia, nessuna ricerca approfondita è stata condotta sugli effetti dell'acidificazione sulla adesione batterica alla superficie degli impianti in titanio e monconi, né ha l'effetto del pH alcalino sulla adesione batterica stata completamente studiata anche se molte soluzioni di irrigazione antimicrobica e gel hanno un pH alcalino [20, 21]. Inoltre, la maggior parte delle indagini sono state eseguite utilizzando una monocoltura. Considerando la complessità della comunità microbica della cavità orale, l'uso di due batteri in una co-coltura potrebbe fornire ulteriori informazioni importanti.
Per prevenire le infezioni correlate all'impianto e migliorare le opzioni di trattamento, maggiore conoscenza batterica adesione alle superfici implantari, es l'influenza delle proprietà di superficie e le condizioni ambientali, è di fondamentale importanza. Lo scopo di questo studio era di valutare l'effetto del pH 5,0, pH 7,0 e 9,0 in combinazione con l'atmosfera aerobico o anaerobico, sulla adesione batterica iniziale di un co-coltura di S. mitis
e A. oris
su entrambe le superfici in titanio lavorati e anodizzati; e analizzare se le caratteristiche della superficie dell'impianto colpisce l'adesione batterica iniziale. S. mitis
e A. Oris
sono entrambi anaerobi facoltativi che possono sopravvivere in un ambiente aerobico, anche se hanno un maggiore potenziale di crescita in condizioni anaerobiche. La nostra ipotesi è quindi che l'adesione batterica è limitato da un ambiente aerobico e sia pH acido e alcalino. Inoltre, mentre le superfici ruvide solito facilitano l'adesione batterica, superficie anodizzata ha uno strato di ossido di titanio, principalmente consistente della fase cristallina anatasio, che è noto per avere proprietà antimicrobiche [22, 23]. Così, abbiamo ulteriormente ipotizzare che meno batteri devono aderire alla superficie anodizzata rispetto alla superficie di titanio lavorata.
Metodi
dischi titanio
dischi di titanio commercialmente puro (diametro di 15 mm) sia con un lavorata o anodizzato (TiUnite ™) di superficie sono stati utilizzati (vedi Figura 1). I dischi con superficie lavorata aveva uno spessore di 1,0 mm ei dischi con superficie anodizzata aveva uno spessore di 1,7 mm. Tutti i dischi sono stati prodotti, puliti, sterilizzati e consegnati in etanolo da Nobel Biocare AB. La rugosità superficiale media (S
a) dei dischi è stata misurata a Nobel Biocare AB dopo la produzione, su una superficie di 88 × 76 micron al microscopio interferenze utilizzando il software di mappatura della superficie MapView EX e un passaggio ad alta gaussiana 50 × 50 micron filtro. La S un valore (± deviazione standard) è risultato essere 0,48 ± 0,04 micron per la superficie lavorata e 1,26 ± 0,09 micron per la superficie anodizzato, corrispondente a valori presenti in letteratura per impianti equivalenti [24, 25]. La S un valore è stato ottenuto calcolando la media aritmetica dei valori assoluti delle partenze superficie misurata da un piano medio nella zona di campionamento [26]. Il filtro gaussiano è stato applicato per separare la ruvidità dal ondulazione e la forma della superficie [25]. L'S una è stata misurata per almeno 2 percorsi distinti per ogni tre esemplari di ogni superficie. Figura 1 microscopia elettronica a scansione (SEM) immagini di superfici lavorate (a) e anodizzato (b) titanio, fornite da Nobel Biocare AB. La superficie lavorata è relativamente liscia con orientamento distinta delle irregolarità della superficie (anisotropico) mentre la superficie anodizzata è ruvida con una struttura omogenea (isotropo).
Preparazione di inoculums
primi colonizzatori S. mitis
(CCUG 27741) e A. Oris
(CCUG 33517), originariamente derivato dalla placca dentale umano (Culture Collection, Università di Göteborg, Svezia), sono state coltivate su piastre di agar sangue di cavallo. culture durante la notte delle due batteri sono state incubate separatamente per 19 ore nel cuore del cervello infusione (BHI) media, 37 gl -1 (Difco Laboratories, Detroit, Michigan, Stati Uniti d'America) supplementato con glucosio, 10 gl -1, cisteina cloridrato, 0,5 gl -1 (VWR International, Stoccolma, Svezia), estratto di lievito, 5 gl -1 (Difco Laboratories, Detroit, Michigan, USA) e il cavallo inattivato siero 1% (Fisher Scientific, Göteborg , Svezia). Il 50/50 co-coltura (10 6 CFU ml -1) di S. mitis
e A. oris
, nel nuovo brodo BHI integrato, è stato preparato direttamente prima dell'uso. piastre di agar e culture durante la notte sono state incubate in un vaso anaerobico a 37 ° C con CO 2Gen (Oxoid, Malmö, Svezia) per creare un'atmosfera ricca di anidride carbonica (CO 2, 6%) e povero di ossigeno (O 2, 15%). Il siero e proteine supplementari dove aggiunto al mezzo di imitare il fluido gengivale e per formare uno strato di proteine sulle superfici di titanio, come la pellicola formata su superfici dure orali.
Batterica durata della fase di latenza e adesione iniziale
L' lag durata della fase (LPD) di S. mitis
e A. oris,
in mono e co-coltura, è stata misurata. I batteri sono stati coltivati in brodo BHI integrato, pH 7,0, a 37 ° C in atmosfera modificata (CO 2, 6%; O 2 15%) come descritto sopra. Sette campioni sono stati prelevati ad intervalli durante un periodo di 4 ore di incubazione. I campioni sono stati diluiti come opportuno e distribuite su piastre di agar per l'unità formanti colonie (CFU) conteggio, dopo incubazione a 37 ° C in un vaso anaerobica per due giorni, come descritto sopra. L'LPD è stato determinato dal montaggio del modello della Baranyi e Roberts [27] per le curve di crescita con il MicroFit Freeware 1.0 (Institute of Food Research, Norwich, UK).
L'adesione iniziale di S. mitis
e A . oris,
in mono e co-coltura, dopo 2,0 ore di incubazione a pH 7,0 in atmosfera modificata (cO 2, 6%; O 2 15%) è stata misurata. dischi titanio etanolo-sterilizzati con superficie lavorata e anodizzata sono stati collocati in una piastra microtiter 12 pozzetti e incubate in 2.0 ml di brodo BHI integrato (pH 7) inoculato con i due batteri ad una concentrazione di 10 6 CFU ml -1 di ciascun batterio, in single e in co-coltura. L'incubazione è stata eseguita su un agitatore orbitale (80 giri al minuto, rpm) a 37 ° C. Le misurazioni sono state ripetute due volte.
Condizioni di incubazione per l'adesione batterica
Integrata BHI brodo con un pH di 5,0, 7,0 o 9,0 è stato inoculato con S. mitis
e A. Oris
ad una concentrazione di 10 6 CFU ml -1 di ciascun batterio. dischi titanio lavorati e anodizzati sono stati collocati in una piastra microtiter a 12 così come descritto sopra, coperto da 2,0 ml del brodo BHI inoculato di pH diverso e incubate in atmosfera aerobica o anaerobica. L'incubazione è stata effettuata a 37 ° C in un agitatore orbitale (80 rpm) per 2.0 ore. Gli esperimenti con tutte le combinazioni di pH, atmosfera e la superficie sono state effettuate almeno sei volte, in occasioni separate.
I valori di pH (5.0 e 9.0) sono stati scelti per rappresentare le oscillazioni pH che si verificano in bocca seconda sulla posizione nella placca dentale, l'assunzione di cibo e la salute orale. Il pH della saliva intervalli interi progressivi da 6.75 al 7.25 [28], e pH 7,0 è quindi stato utilizzato come riferimento. Il pH del brodo BHI integrato è stato regolato con HCl o NaOH prima della sterilizzazione (a 121 ° C per 15 minuti) ed analizzate anche dopo la sterilizzazione per rilevare se fosse verificata alcuna deviazione dal valore specificato. Se conservato in aerobiosi per un minimo di 24 ore a 5 ° C il brodo BHI integrato, raggiunto una saturazione di ossigeno disciolto di circa 80%, che è stato utilizzato per rappresentare l'ambiente aerobico del margine gengivale. L'ambiente di ossigeno privato nella fessura gengivali e la placca matura è stato simulato il lavaggio del brodo con azoto per due minuti direttamente prima dell'uso, per ridurre la saturazione di ossigeno nel brodo dal 80% al 20%. L'incubazione è stata effettuata in un sacchetto sigillato frullatore (VWR International, Stoccolma, Svezia) dotato di una membrana attraverso cui l'aria viene estratta con una siringa e sostituita con azoto. Questo è stato fatto per evitare la saturazione di ossigeno nel brodo per aumentare durante l'estensione dell'esperimento. La saturazione di ossigeno del brodo BHI è stato misurato a temperatura ambiente con un misuratore di ossigeno (Oxi 340i) dotato di un elettrodo ossigeno gassoso (CellOx 325) (sia da WTW, Weilheim, Germania) in tre occasioni separate, prima dell'esperimento. La saturazione di ossigeno del brodo BHI è stato trovato a diminuire al 20% dopo 1 minuto di flussaggio di azoto e non diminuire ulteriormente sebbene lavata per 20 minuti. Così, un tempo di 2 minuti è stato scelto per gli esperimenti.
Enumerazione di batteri aderito
Dopo incubazione, ogni disco di titanio è stato risciacquato con acqua distillata sterile per 10 secondi per rimuovere i batteri non aderito. Il disco è stato poi messo in un sacchetto di plastica frullatore (VWR International, Stoccolma, Svezia) con 42 ml di acqua sterile peptonata tamponata (0,85% di NaCl e l'1% Peptone) (Difco Laboratories, Becton Dickinson, Stoccolma, Svezia) ed elaborati in una pettorina come descritto da Gagnon e Slawson [29] con 500 colpi al minuto per 60 secondi, al fine di rimuovere meccanicamente i batteri aderito dal disco in titanio.
la soluzione acquosa peptone contenente i batteri staccati stato diluito 1:10 spalmare sul piastre di agar sangue e incubati come descritto sopra per il conteggio CFU. Le colonie formate dai due batteri differiscono colonia morfologia, in termini di dimensioni, il colore e la forma che consenta l'CFU dei due batteri da contare separatamente. La quantità totale di batteri sui dischi dopo 2,0 ore di incubazione potrebbe essere calcolato contando il CFU su agar e diviso per l'area dei dischi esposti ai batteri. Poiché il disco è stato posto sul fondo di un pozzetto della micropiastra, solo un numero esiguo di batteri sono stati trovati per aderire alla parte inferiore dei dati di analisi disco (microscopia non mostrato in proporzione al lato superiore e bordi. Sulla base di questa, la batteri che hanno aderito al lato inferiore è ritenuto non influenzare confronto globale, e solo la superficie superiore e il lato del disco sono stati inclusi nel calcolo dell'area. Sebbene, la superficie anodizzata è stato suggerito per avere una zona 95% più grande di una superficie piatta ideale, [24] si è ritenuto di essere di maggiore rilevanza clinica per calcolare l'area a livello mm, non tenendo in considerazione l'aumento della superficie a livello micron della superficie anodizzata a causa della superficie strutturata.
tecniche di microscopia
dischi di titanio sono state incubate con la co-coltura batterica come descritto sopra, macchiata di 10 ml Live /DEAD® (1% in acqua distillata sterile) (Molecular Probes, Stoccolma, Svezia) e incubate al buio per 20 minuti. L'adesione batterica è stato analizzato utilizzando laser confocale microscopia a scansione (CLSM) con un microscopio invertito (Leica DM IRE2, Leica Microsystems, Manheim, Germania) dotato di un obiettivo ad immersione glicerolo con un ingrandimento di 63 volte e un'apertura numerica di 1,3. I fluorocromi che indicano cellule vive e morte sono stati eccitati dalla luce 488 e 594 nm, rispettivamente. La luce emessa è stato raccolto nella lunghezza d'onda varia 500-554 e 620-660 nm, l'ex (verde) indica cellule vitali e il secondo (rosso) le cellule non vitali. S. mitis Comprare e A. oris
potevano essere separati visivamente dalla loro differenza di cellulo e colonie morfologia (cocchi e stelo e cluster catene V.S. rispettivamente). I campioni sono stati preparati e analizzati in doppio in due diverse occasioni. La risoluzione di tutte le immagini è di 0,12 micron per pixel.
La quantità di batteri aderito sul lato inferiore dei dischi di titanio dopo 2,0 ore di incubazione è stato analizzato colorando le superfici con DIRETTA /DEAD® come sopra descritto e di imaging con un microscopio a fluorescenza (Axioskop, Carl Zeiss, Oberkochen, Germania). Le superfici sono stati ripresi dopo stomaching (1 min) per fare in modo che i batteri aderito sono stati rimossi in modo soddisfacente. L'esame è stato eseguito su duplicati di ogni superficie, uno incubate a pH 5.0 e l'altra a pH 7,0, a 37 ° C e in atmosfera modificata (CO 2, 6%; O 2 15%).
analisi statistica
test di uguaglianza delle varianze di errore di Levene è stato utilizzato per stabilire che il logaritmo (base 10) del numero di batteri aderito ai dischi in titanio lavorati e anodizzati (log CFU mm -2) ha avuto una omogenea varianza. Poiché questo è stato dimostrato essere il caso, tre vie analisi della varianza (ANOVA) può essere eseguita per analizzare statisticamente l'effetto del pH 5,0 e 9,0 in confronto a pH 7,0 combinato con atmosfera aerobica o anaerobica sull'adesione di S. mitis
e A. Oris
in co-coltura di superfici in titanio lavorati e anodizzati. Gli effetti di superficie, il pH e l'atmosfera del numero dei aderito S. mitis
e A. Oris
(log CFU mm -1), in co-coltura, sono stati analizzati. t-test di Dunett stato utilizzato per confrontare l'effetto del pH 5,0 e 9,0 rispetto pH 7,0. Come gli altri fattori (atmosfera e la superficie) avevano solo due livelli, è stato necessario nessun test post hoc. Tutte le analisi è stata eseguita in SPSS versione 17.0 e il criterio per la significatività statistica è stato fissato ad a = 0,05 (cioè confronti di rendering un valore p inferiore a 0,05 sono considerati di significatività statistica). I fattori indagati sono stati trovati per influenzare l'adesione di S. mitis
e A. oris
in modo diverso. Tuttavia, dal momento che i batteri erano in una co-coltura, non potevano essere considerati indipendenti l'uno dall'altro, ed è stata effettuata nessuna analisi statistica della differenza tra i due batteri.
Risultati
durata della fase di latenza batterica e adesione
La durata della fase di latenza di A. Oris
è risultato essere 2,4 ore in entrambi i mono e co-coltura (dati non riportati). L'LPD di S. mitis
è risultato essere 3,0 ore in monocoltura e 2,8 ore in co-coltura. Dopo 3-3,5 ore, in coincidenza con la fase log di S. mitis
, è stata trovata la fase di latenza di A. oris
in co-coltura essere disturbato, con una diminuzione del numero di cellule vitali come risultato. Poiché lo scopo dello studio era di investigare l'adesione iniziale batterica e non la crescita in superficie o la competizione tra le due batteri in co-coltura, un tempo di incubazione di 2,0 ore è stato scelto per gli esperimenti.
L'adesione S. mitis
e A. oris,
in co-coltura, incubate per 2.0 ore a condizioni ottimali (pH 7.0, 37 ° C, CO 2: 6%, O 2: 15 %) è stato misurato. S. mitis
è stato trovato per aderire alle superfici in titanio lavorati e anodizzati in quantità di 2,3 ± 0,14 e 2,0 ± 0,039 mm log CFU -2, e A. Oris
in quantità di 1,9 ± 0,55 e 1,8 ± 0,26 log CFU mm, -2 rispettivamente. Poiché 2,0 ore di incubazione è risultato essere sufficiente per l'adesione batterica, gli esperimenti continui sono stati eseguiti con lo stesso tempo di incubazione, anche se a diverso pH e l'atmosfera.
Effetti dei fattori ambientali sulle adesione batterica
Il pH acido 5.0 è stato trovato per ridurre l'adesione di S. mitis
alle superfici di titanio del 50% rispetto a pH 7,0 (vedi figura 2), considerando che il pH non ha avuto effetto sulla aderenza A. oris
. Inoltre, l'adesione di entrambi i batteri è risultato essere influenzato da incubazione a pH 9,0 rispetto a pH 7,0. Figura 2 Effetti del pH (5.0, 7.0 e 9.0) e condizioni aerobiche o anaerobiche sull'adesione di S. mitis e A. oris in co-coltura dopo incubazione 2,0 ore. Statisticamente significativo meno aderito S. mitis
è stato trovato dopo incubazione a pH 5,0 a pH 7.0 e di A. Oris
dopo incubazione a ambiente aerobico rispetto per l'ambiente anaerobico.
Figura 2b mostra che la quantità di A. oris
aderito alle due superfici in titanio sono risultati significativamente più alti dopo incubazione in un ambiente anaerobico che in ambiente aerobico. L'adesione di S. mitis,
invece, è risultato essere influenzato dalla atmosfera aerobica, ed è stato trovato in quantità uguali dopo incubazione sia anaerobici e aerobici ambienti. La quantità di S. mitis, ha trovato sulla superficie anodizzata era metà di quello trovato sulla superficie lavorata (vedere Figura 3), che era di significatività statistica. A. oris
è stato trovato per aderire in parti uguali su entrambe le superfici. I numeri esatti per l'adesione come influenzata da fattori principali sono presentati nella Tabella 1. Figura 3 Effetto delle proprietà superficiali sull'adesione di S. mitis e A. oris in co-coltura e titanio dopo 2,0 ore di incubazione. Statisticamente significativo meno aderito S. mitis
è stato trovato sulla superficie anodizzata rispetto alla superficie del titanio lavorata.
Tabella 1 Il numero medio di batteri aderito (log CFU per 2 mm ± SEM) per il disco di titanio, come affetti da di superficie, il pH e l'atmosfera, sono presentati per ciascuna di S. mitis e A. Oris
superficie
pH
atmosfera
batteri
lavorata Ti
anodizzato Ti
5,0
7,0
9,0
anaerobica
aerobico
S. mitis
1.55 ± 0.12
0,81 ± 0,07
0,68 ± 0,08
1.39 ± 0.14
1.47 ± 0.13
1.22 ± 0.11
1.14 ± 0.12
p
0,001 * 0,001
*
0,483
A. oris
1.67 ± 0.07
1.81 ± 0.05
1,64 ± 0,08
1.76 ± 0.08
1.84 ± 0,052
1.90 ± 0.05
1.59 ± 0.06
p
0,065
1.106
0.001 *
dischi vengono incubati con i batteri in co-coltura tuttavia CFU per i due batteri sono separati da loro differenza di morfologia delle colonie. Il numero di CFU come affetto da superficie, il pH e l'atmosfera è stata analizzata con ANOVA e i risultati dei principali fattori presentati in questa tabella. I valori di p indicano differenze significative sono contrassegnati con *.
Inoltre, importanti (e statisticamente significativi) effetti di interazione sono stati trovati tra pH e la superficie. L'adesione di S. mitis,
in co-coltura con A. oris
, viene ridotta su entrambe le superfici dopo incubazione a pH 5,0 rispetto a incubazione a pH 7,0. Questa riduzione è statisticamente più significativo per l'adesione al titanio lavorato del titanio anodizzato, che aveva una bassa aderenza di S. mitis
anche a pH 7, come illustrato nella figura 4a. Inoltre, un effetto borderline trovata per l'interazione tra l'atmosfera e la superficie come illustrato nella figura 4b. La già bassa quantità di S. mitis, ha trovato sulla superficie anodizzata è stato ulteriormente ridotto di incubazione in condizioni aerobiche, mentre nessuna differenza nella adesione al titanio lavorato è stato trovato dipende atmosfera. Figura 4 interazioni tra la superficie, il pH e l'atmosfera colpisce tha adesione batterica. La prima figura (a) illustra l'effetto del pH e proprietà superficiali sull'adesione di S. mitis
in co-coltura con A. oris.
L'adesione di S. mitis
è meno su entrambe le superfici dopo incubazione a pH 5.0 a 7.0 la riduzione è tuttavia statisticamente significativo più grande per l'adesione al titanio lavorato di titanio anodizzato. Figura (b) illustra l'effetto delle proprietà superficiali e ambiente aerobico o anaerobico sull'adesione di S. mitis
in co-coltura con A. oris
. L'adesione alla superficie anodizzata è stato trovato essere ridotto di incubazione aerobica mentre l'opposto è stato trovato l'adesione al titanio lavorato, questa differenza non è tuttavia statisticamente significativa
. Microscopia analisi
Dall'esame visivo del bottom lato dei dischi in titanio dopo incubazione 2,0 ore, è stato chiaro che alcuni batteri aderito a questa parte. Tuttavia, questo importo era piccola in confronto a quella in alto lato, che spiega l'esclusione del lato inferiore dall'analisi. Lo stesso risultato, con un basso numero di batteri rimanenti, è stato trovato analizzando alto a lato dei dischi dopo stomaching (dati non mostrati). Questi risultati confermano che 1 minuto stomaching è sufficiente a rimuovere le cellule attaccate dalla superficie anodizzata, nonche la lavorata. Inoltre, il numero di batteri restanti sulle superfici dopo stomaching era molto basso rispetto al numero di batteri rimossi ed era quindi considerato privo di effetto sulla analisi statistica.
CLSM è stata eseguita per ottenere ulteriori informazioni sulla adesione batterica alle superfici e la vitalità dei batteri attaccati. A. oris
era spesso trovato come singole cellule o in piccoli gruppi, aderendo alle scanalature formate dalla lavorazione della superficie lavorata; e intorno alle strutture della superficie anodizzata, come visibile in figura 5. S. mitis
stato anche trovato ad aderire alle scanalature della superficie di titanio lavorata (figura 6a), mentre la struttura della superficie anodizzata sembrava ostacolare l'adesione di questo batterio poiché le catene trovavano spesso parzialmente staccati dalla superficie (Figura 6b). Le superfici a sinistra in Figura 5 sono titanio lavorata mentre le superfici giuste sono anodizzati titanio. Inoltre, le cellule vive sono visualizzati in cellule verdi e morti sono visti in rosso. Superfici a-c sono state incubate in anaerobiosi superficie d in atmosfera aerobica. Superfici c-d sono state incubate a pH 5. In linea con i risultati sopra descritti, una maggiore quantità di lunghe catene formate da S. mitis
trovate nel superficie lavorata che sulla superficie anodizzata, come illustrato dalla Figura 5a-b. Uguali quantità di due batteri sono stati trovati sulla superficie lavorata dopo incubazione anaerobica a pH 7 (figura 5a), mentre l'adesione del S. mitis
entrambe le superfici è stata ridotta di incubazione a pH 5 indipendentemente atmosfera (figura 5c-d ). Un alto la vitalità di entrambi i batteri è stata osservata dopo incubazione a pH 7,0, con solo poche cellule non vitali nei cluster e le catene. La quantità di cellule non vitali di S. mitis
è stato, tuttavia, maggiore dopo incubazione a pH 5.0 (dati non riportati) e lo stesso è stato trovato per A. Oris
dopo incubazione a ambiente aerobico (figura 5d) . Figura 5 confocale a scansione laser immagini al microscopio di titanio lavorato (a, c) e titanio anodizzato (b, d) le superfici incubato con un co-coltura di A. Oris e S. mitis. I batteri sono etichettati con LIVE /DEAD® (Molecular Probes) in tal modo di colore verde indica cellule vive e il colore rosso indica le cellule morte. Superfici a-c sono stati incubati anaerobico e aerobico d. Le due batteri sono stati trovati in quantità uguali sulla superficie di titanio lavorata dopo incubazione anaerobica a pH 7 (a), mentre gran parte A. oris
potrebbe essere presente sulla superficie anodizzata, dopo incubazione alle stesse condizioni (b). L'adesione di S. mitis
entrambe le superfici è stato ulteriormente ridotto dopo incubazione a pH 5 indipendentemente atmosfera (c, d). Il numero di cellule non vitali (rosso) del A.oris
è risultato essere maggiore dopo l'incubazione aerobica che anaerobica (d).
Figura 6 confocale a scansione laser immagini di microscopia di A. Oris (piccoli punti distinti e cluster, indicati dalle frecce bianche) e S. mitis (catene) aderito a lavorato (a) e anodizzato (b) superfici in titanio, dopo incubazione aerobica a pH 7. I batteri sono etichettati con live /DEAD® (Molecular Probes) la visualizzazione dal vivo cellule in cellule verdi e morti in lettura. Tutti gli autori hanno letto e approvato il manoscritto finale.
